Importancia de las Colecciones Científicas

 Importancia de las Colecciones Entomológicas para la Conservación de la Biodiversidad

Las colecciones científicas son un conjunto de especímenes conservados adecuadamente y con datos de colecta, lo que permite realizar innumerables investigaciones en campos biológicos como Taxonomía, Biogeografía, Evolución y Genética, además de otras ramas menos populares.

La conservación de especímenes permite mantener la evidencia de su presencia por un tiempo muy prolongado, lo que posibilita estudios no solo puntuales, si no a lo largo de décadas o siglos, lo que permite tener una perspectiva de la dinámica de las poblaciones de una especie en relación al tiempo, muchas especies varían su rango de distribución, "apareciendo" repentinamente en localidades que en su tiempo no se las consideraba dentro de su rango.

Hipotipo de Xylophanes tersa

Muchas veces, el asumir que una especie es única, es una buena forma de iniciar una confusión que se arrastre por décadas, las colecciones científicas permiten revisar los especímenes originales de las descripciones de las especies para asegurar que sean, para ello se usan los especímenes TIPO, lo que facilita su determinación, por lo que se consideran los especímenes más importantes de una colección, llamados tambien Tipos nomenclaturales, las diferentes categorías de tipos nomenclaturales varía según el material correspondiente, la procedencia y su vinculación con la descripción original, o incluso, a la pérdida o colectas adicionales que no fueron consideradas en las publicaciones para la descripción de la especie, y en algunos casos, los Icnotipos, una parte de un espécimen es suficiente como para considerarlo dentro de los especímenes tipo.

TIPOS NOMENCLATURALES

Tipos Primarios

Holotipo.- Es el espécimen designado por el autor para describir a una especie, regularmente debe ser un macho adulto, publicado junto con los Paratipos en la descripción de la especie.

Paratipo.- Cada uno de los cuatro ejemplares, adicionales al Holotipo, correspondientes en todas sus características al espécimen de la descripción original, se incluyen hembras.

Tipos No Primarios

Topotipo.- Un espécimen de la misma localidad que el Holotipo que no forma parte de la serie de tipos primarios.

Isotipo.-  El duplicado del holotipo que forma parte de la serie original, pero no forma parte de los especímenes descritos en la descripción de la especie.

Sintipo.- Es uno de los especímenes citados originalmente por el autor que no designó holotipo o que ha enumerado simultáneamente varios ejemplares como tipos.

Lectotipo.- Espécimen seleccionado por el autor como tipo nomenclatural a partir de los isotipos. 

Paralectotipo.- Espécimen añadido a un conjunto de Sintipos después de que entre estos se haya  un Lectotipo.

Neotipo.- Espécimen que no formaba parte de la serie principal, seleccionado como tipo nomenclatural a falta de Holotipo. 

Hipotipo.- Cualquiera de los ejemplares publicados como listas, descripciones, mencionados o ilustrados en una publicación científica que no son tipos primarios. 

Tanto los tipos primarios, como los no primarios son importantes para las designaciones y revisiones taxonómicas; suele suceder que en ocasiones, especímenes se encuentren conservados en las colecciones mal determinados, lo que da una falsa idea de la situación, lo cual puede complicarse mas si en caso se revisan los especímenes, se encuentran diferencias, que al ser confirmadas genéticamente en el peor de los casos, nos dan que no es una si no varias especies; existen casos en los que los especímenes no determinados, luego de décadas conservados en las colecciones de museos, han resultado ser nuevas especies, con el inconveniente de que ya son extintas; un caso particular del siglo XXI, es de Glaucopsyche xerces, que se consideraba una sola especie como población aislada de Glaucopsyche lygdamus, no fue, hasta 2021, que un análisis genético de una pata de uno de los especímenes de la colección de The Field Museum lo que corroboró de que no era una población aislada, si no, una especie completamente diferente, designándose como Glaucopsyche xerces; sin un espécimen real, nunca se hubiese podido verificar que esta especie ya es extinta por causas antropogénicas, un grave problema que pocos toman la atención necesaria.

Las colecciones científicas son el legado a las generaciones futuras de la biodiversidad que convive con nosotros en nuestra corta ventana de tiempo, y son fundamentales para comprender desde la radiación adaptativa, hasta las extinciones masivas, sin colecciones, la ciencia simplemente se estanca.

REFERENCIAS

Grewe F, Kronforst MR, Pierce NE, Moreau CS. 2021 Museum genomics reveals the Xerces blue butterfly (Glaucopsyche xerces) was a distinct species driven to extinction. Biol. Lett. 17: 20210123.

Montaje de insectos

 Montaje de Insectos en Colecciones Científicas

Las colecciones científicas son la base par todas las investigaciones en biodiversidad, paralo cual, se han desarrollado técnicas que permitan al investigador, poder sacarle el máximo provecho a cada uno de los especímenes, la forma en que se secan los individuos responde a los diferentes requerimientos de las colecciones, tales como mostrar la mayor cantidad de detalles, deteriorar lo menos posible el espécimen y resaltar características taxonómicas diagnósticas.

El punto básico, es la sujeción del espécimen, para ello se usan alfileres entomológicos, de 39mm de longitud y de diámetro variable, hechos con acero inoxidable, de tal forma que no alteren al espécimen que va a sujetar y las etiquetas u otros datos adicionales que se añaden cuando el espécimen esta en colección.

En casos particulares, los alfileres entomológicos (#6 preferentemente) se usan para los montajes dobles, en puntas de cartulina (#2) y para sujetar la base de corcho o alambre en las larvas insufladas, de tal forma que sean más fácil manipularlas y más estables por el grosor del alfiler, sólo en lo ejemplares de gran tamaño (como Megasoma spp.), se usan los alfileres #7, de 50mm de largo. 

1.- Montaje Standard

Una vez muerto el espécimen, el alfiler debe ir atravesando al lado derecho de la línea media, nunca en la misma línea media (salvo Lepidoptera y Odonata), esta posición excéntrica, permite conservar los caracteres taxonómicos diagnósticos que se encuentren en la línea media, además, es preferible ubicarlos entre el segundo y tercer par de patas, atravesando el metatórax, evitando la inserción de la pata metatorácica derecha; tanto en Lepidopteros, como Odonatos, el alfiler va en el mesótorax en la línea media, como excepción a la regla.

Una vez con el alfiler, se coloca el insecto a unos 10mm de la cabeza del alfiler, de tal forma que permita sujetarlo sin el riesgo de malograr el espécimen, para ello, existen bloques de montaje, con las medidas para el espécimen, y las etiquetas, de tal forma que la colección sea homogénea.

Con el espécimen a la altura indicada en el alfiler, se procede a acomodar los apéndices, las patas protorácicas deben ir en lo posible, dirigidas hacia adelante, con las tibias siguiendo el eje del cuerpo, el par de patas mesotorácicas, con los fémures perpendiculares al eje del cuerpo, y las tibias a unos 45° posterior, las patas posteriores, hacia atrás, los fémures a unos 45° con las tibias formando un ángulo de 90° con los fémures, las antenas, de ser posible simétricas en ángulo de 45° con el eje del cuerpo, en el caso que sean demasiado largas, llevarlas hacia atrás a ambos lados del cuerpo; todo se va fijando con alfileres normales de costura, de tal forma de que no se muevan durante el proceso de secado, lo que puede durar unos pocos días o semanas, dependiendo del clima, en ocasiones, es necesario colocarlos en una cámara de secado, de tal forma que el proceso se reduce a unas pocas horas y evita el proceso de descomposición y deterioro de los especímenes.

Una vez secos, se colocan las etiquetas, principalmente tres, las que tienen los datos resumidos del cuaderno de campo en una etiqueta de 1x2cm.

1.- Datos de colecta: son indispensables en toda colección científica, teniendo como mínimo fecha, localidad (coordenadas sexagesimales y UTM) y colector.

2.- Etiqueta Taxonómica: Familia, Género, especie, Autor y año.

3.- Código: un número único con un acrónimo representativo.

Gymnetis merops con sus etiquetas de colección científica,
arriba a la izquierda, código de colección,
al lado, datos de colecta y abajo etiqueta taxonómica

Golofa sp. con todo el material
 del individuo

En ocasiones es necesario tener más material de un sólo individuo, para lo cual se extraen los genitalia, en el caso de los Coleoptera, es necesario extraer, además de los genitalia, las alas metatorácicas, y si es posible, el aparato bucal y una de las antenas, colocados en rectángulos de cartulina debajo del espécimen, si bien permite un estudio más detallado, se tiene que tomar en cuenta las dimensiones y no sobrecargar el alfiler con exceso de material.

Espécimen de Manduca rustica
 en posición de colección con
 las etiquetas de colecta
taxonómica y código
de colección

Espécimen de Danaus eresimus,
con las etiquetas de
código, datos, taxonómica
y de Tipo

En Lepidopteros y Odonatos, se los coloca en aparatos especiales, los extensores de alas, que pueden hacerse con un bloque de espuma de poliestireno, la idea básica es la de extender y mantener las alas en posición standard, donde el borde posterior del ala anterior debe ser perpendicular al eje del cuerpo, y las alas posteriores lo más cerca posible de las anteriores, en el caso de los Lepidopteros, donde las alas anteriores cubren parcialmente el borde anterior del ala posterior, se las acomoda de tal forma que la celda discal este a unos 45° del eje del cuerpo, en microlepidóptero se realiza un montaje doble.

En ocasiones, particularmente en Dictyoptera, tales como Ortópteros, Hemipteros, Blattódeos y similares, es conveniente extender n par de alas, de tal forma de poder ver la venación de las alas, para lo cual se las extiende sobre trozos de espuma, de tal forma de que se coloquen en la posición adecuada, esta forma ocupa más espacio que la compacta con alas plegadas, pero puede ser necesaria para no deteriorar el material.

Chromacris sp.

Homoscarta sp.

2.- Montaje doble

Hormiga Eciton sp. montada en
 triángulo de cartulina

Los insectos muy pequeños, deben ser cuidadosamente montados según convenga, en puntas de cartulina o mediante montaje doble; normalmente, las puntas de cartulina permiten el montaje de insectos pequeños tales como pulgas, escarabajos, hormigas, etc., se trata de un triángulo de cartulina, a veces en forma de gota, con de en la parte ancha se coloca el alfiler, y en el vértice, el espécimen, es recomendable doblar la punta, de tal forma de que se pueda adherir al lado derecho del espécimen sin dañar las características de la línea media ventral, en ocasiones, es necesario colocar los genitalia de los Coleopteros de esta forma para una mejor visualización; en el caso de las hormigas, es necesario dejar al descubierto tanto el tórax como el pedicelo, ya que son caracteres taxonómicos diagnósticos.

Microlepidóptero en montaje doble

En microlepidópteros se tiene un montaje doble, es decir, el espécimen se clava, por medio de una minuta, en un trocito de políporo, que es sujetado por el alfiler entomológico, las minutas son pequeños alfileres de 15mm sin cabeza, muy afilados, que se usan regularmente para montaje de microlepidópteros, igualmente, se les extiende las alas en la posición standard para maximizar la visualización de las estructuras anatómicas como los característicos flecos que muchas especies presentan en el margen de las alas, el proceso es tedioso y muy delicado, pero es un procedimiento necesario en colecciones científicas de entomología. Igualmente, se colocan las tres etiquetas de datos, taxonómica y código de colección.

Almacenaje

Una vez rotulados los especímenes, se los coloca en las cajas Smith por unas semanas, con la finalidad de evitar el ingreso de insectos nocivos a las colecciones tales como Lasioderma serricorne que las destruye, de esta forma, si algún espécimen presenta problemas, se puede dar el tratamiento de conservación adecuado sin arriesgar la integridad de la colección.

Una vez pasado el periodo de cuarentena, se los coloca en cajitas de cartón por especie y localidad, estas a su vez, irán dentro de las cajas Cornell definitivas, clasificados taxonómicamente y por localidades para una mejor administración de la colección; el armario preferentemente, debe contener un orden de insectos, las cajas Cornell, las familias y cada caja, las especies y localidades.

Caja tipo Cornell con especímenes de Noctuoideos, tanto adultos como larvas insufladas y pupas

REFERENCIAS

Marquez, J. 2005, Técnicas de Colecta y Preservación de Insectos, Boletín Sociedad Entomológica Aragonesa, n1 37: 385 − 408.

Salinas, Pedro, S/F, Colección, Preservación y Estudio de insectos, Universidad de los Andes, Mérida-Venezuela, 192pp

Shauff, E, 1986, Collecting and Preserving Insects and Mites, Systematic Entomology Laboratory, USDA National Museum of Natural History, 69pp

Insuflado

 Insuflado: una centenaria técnica de conservación

Durante siglos, los naturalistas han buscado la forma de conservar los especímenes, en la mayor parte de los insectos, la sencilla conservación por desecación se convirtió en el standard aceptado; pero el gran problema de la conservación de estadios larvales, supuso un obstáculo para el estudio de los ciclos vitales.

En el siglo XIX, algunos coleccionistas hicieron intentos por preservar las larvas, siendo el más sencillo la conservación en alcohol, con el inconveniente de que, tarde o temprano, la coloración se perdería irremediablemente; es así como se empezaron a vaciar e inflar las pieles de larvas para que recuperaran su forma original, esta técnica, el insuflado, fue desarrollado por H. E. Hammond, en 1960 publica The Preservation of Lepidoptera Larvae Using the Inflation and Head Drying Technique, describiendo la técnica básica; Muchas importantes colecciones, de reconocidos museos, cuentan con especímenes conservados de esta forma.

Larvas , capullos, pupas y adultos de Oiketicus kirbyi conservados en colección científica

En la actualidad, se ha dejado de lado esta técnica por la simplicidad que supone el simple hecho de conservarlos en líquido, pero tiene sus inconvenientes, desde la decoloración el espécimen, hasta el deterioro de las cerdas, ya que se los debe manipular directamente y eso ocasiona daños irreversibles.

Especímenes insuflados de  Melipotis walkeri

La técnica de insuflado es bastante compleja, y dependiendo de los métodos de montaje el espécimen estará más o menos deteriorado; el punto es poder conservar al espécimen lo más similar posible a su estado in vivo, a pesar de ser satisfactoria, tiene algunos inconvenientes, como la complejidad de la preparación, el insuflado constante de aire a la presión adecuada y el riesgo de que la coloración se pierda por el calor que se usa para el secado.

Proceso de insuflado de un espécimen de V instar de Pachylia ficus

El  proceso es complejo (detallado en Hammond, 1960):

1. Sacrificado del espécimen
2. Eviscerado
3. Expulsión de la hemolinfa
4. Sellado del intestino terminal
5. Insuflado
6. Secado
7. Montaje
8. Rotulado
9. Cuarentena
10. Introducción en la colección

Procedimiento

• Sacrificado del espécimen.- Se realiza sumergiendo la larva en alcohol por no más de 30 segundos, luego se orea el espécimen y se lo coloca sobre papel toalla.

• Eviscerado.- Se introduce por el ano, una aguja hipodérmica con la punta doblada en gancho, de tal forma de atravesar todo el tracto digestivo y rasgar el esófago, en larvas mayores, se usa un alambre igualmente doblado.

• Expulsión de la hemolinfa.- se hace presión desde el primer segmento torácico hacia el ano, de tal forma que tanto la hemolinfa como el tracto digestivo y cuerpos grasos, salgan evaginando el intestino, hay que cuidar de dejar 10mm de intestino terminal aún conectado al ano.

• Sellado del intestino terminal.- Se inserta la pipeta de insuflado, y en posición vertical, con el espécimen colgando hacia abajo, se insufla un poco de aire ara que expanda y permita amarrar el intestino terminal a la pipeta de insuflado y no se desprenda.

• Insuflado.- se encienden las bombas de aire y la piel se infla, debe estar turgente y consistente, ya que si hay una fuga de aire, la piel no infla y se hecha a perder todo el trabajo, hay que tener cuidado al introducir la pipeta, ya que puede rasgar las membranas internas que le dan color a la cutícula, una vez inicia el insuflado, se coloca en un soporte cerca a una fuente de calor, y se va controlando el proceso de secado.

• Secado.- en especímenes pequeños, simplemente se los deja unos minutos, el secado será rápido y completo, en especímenes grandes como esfinges o satúrnidas, se debe controlar que no se sobrecaliente, ya que el calor excesivo degrada el color, tambien el tiempo que se tarda entre la limpieza y el insuflado-secado.

• Montaje.- una vez seco, el espécimen se retira de la pipeta de insuflado desamarrando el hilo de sujeción, esto tambien elimina el intestino terminal dejando la piel lista para el montaje, existen cuatro tipos de montaje, se puede introducir una pajita tubular en el extremo abierto, y ahí clavar el alfiler entomológico, o se puede pegar las propatas en una ramita y en esta se clava el alfiler entomológico, o se puede amarrar un alambre en el alfiler entomológico y en la parte extendida se pegan las propatas; estos dos últimos malogran las propatas que son de carácter diagnóstico, o, se prepara un bloque cuadrangular de corcho, donde se amarra un alambre, cuyos dos extremos se insertan dentro de la piel de la larva, tanto en el primero, como en este último, las propatas quedan libres para observaciones detalladas, y en el último, no hay riesgo de que el soporte hacia la piel de la larva se parta por separación de las fibras vegetales, una última, más complicada, es la de tallar un pequeño cilindro en el corcho que irá adherido a la piel de la larva, pero este método tiene más riesgos de romper el espécimen y deteriorarlo por el exceso de manipulación.

• Rotulado.- es muy importante colocar una etiqueta con los datos de colecta (fecha, localidad exacta, coordenadas y colector) y otra señalando el instar y planta hospedera; la especie puede colocarse después con todas las evidencias que la determinen.

• Cuarentena.- una vez finalizado el montaje y rotulado, se las coloca en cajas tipo Smith, con paquetes de naftalina por un periodo de 30 días de observación antes de ingresar a la colección principal.

• Introducción en la colección.- pasada la cuarentena, los especímenes pueden, o  bien incluirse junto con los adultos de su especie en la colección principal, o bien en una colección exclusiva de larvas, igualmente separadas por especies.

Larvas y adulto de Papilio (Heraclides) paeon en colección

Los diferentes estadios larvarios requieren un cuidado particular, en ocasiones, la cutícula interna, aquella donde está la pigmentación, se desprende, dejando la cutícula externa transparente, para ello hay que evitar en lo posible que la punta de la pipeta de insuflado raspe el interior de la piel.

Larvas de Pachylia ficus en diferentes estados de desarrollo

Con el debido cuidado, se conserva bastante bien la coloración, en algunos casos, la propia descomposición de la hemolinfa por un calor leve, puede tornar negras algunas zonas de la cutícula, por lo que se debe extraer lo más posible los fluidos internos; por otro lado, el calor excesivo puede dañar la cubierta cérea de las larvas, dándoles una apariencia brillante irreal.

Larva insuflada de Manduca sp.

 Existe cinco tipos de montaje para los especímenes

1. Ramita
2. Espiga o tubo de plástico
3. Cilindro de corcho
4. Alambre
5. Base de corcho y sujeción de alambre

En total, el proceso suele durar unos pocos minutos hasta pocas horas, dependiendo del tamaño; mientras más grandes, más dificultad para secar y con mayor riesgo de decoloración.

Los especímenes así preparados, pueden guardarse junto con los adultos y pupas en la colección principal, completando los ciclos biológicos disponibles, o en colecciones específicas de larvas.

Erosina hyberniata, larvas pupas y adulto

La conservación en insuflado, permite mantener de la mejor forma, características como el color o incluso las cerdas corporales, en el mejor de los casos, la estructura traqueal interna, el color verde, normalmente no se conserva, ya que es producto delos pigmentos de la hemolinfa que son drenados al limpiar el espécimen.

Adulto y larva de Cocytius antaeus

En otros casos, los pigmentos se conservan bastante bien después del insuflado, manteniendo la coloración original de la larva, normalmente los colores negros, pardos, amarillos, rojos, son los que mejor se conservan en contraparte con el verde de la hemolinfa que se pierde al extraer los órganos y fluidos.

Larva de Spodoptera ochrea insuflada.

Otra ventaja es la evaginación de glándulas como el Osmeterium, que se llegan a extender mostrando su forma completa como en el caso de las larvas de Papilionidae, o en la glándula ventral cefálica de muchas otras larvas.

Larvas insufladas de Papilio (Heraclides) paeon, mostrando el osmeterium evaginado

Otros especímenes insuflados

Papilio (Heraclides) paeon

Pero rodriguezi

Oiketicus kyrbyi

Erosina hyberniata

Mocis frugalis

Junonia genoveva

REFERENCIAS

H. E. Hammond, 1960, The Preservation of Lepidoptera Larvae Using the Inflation and Head Drying Technique, Journalof Lepidopterologyst Sosiety, 14 (1) : 67-78

Guzmán, R. 2021, Insuflado: Una Forma Inusual de Conservación de Estadios Larvales (Lepidopera, Coleoptera, Diptera y Neuroptera), Rev. Sagasteguiana 9(1): 45 - 56. 2021

Danaus spp.de Lima

Mariposas Monarca en el Valle del Río Rímac

Danaus plexippus nigrippus macho, especie común en Lima metropolitana

El género Danaus es ampliamente conocido por su especie D. plexippus, que realiza largas migraciones entre México y Canadá, teniendo 12 especies reconocidas, cuatro de las cuales, D. plexippus, D. eresimus, D. erippus y Danaus gilippus habitan en territorio peruano (Lamas, 2003) que, debido a las características ambientales, no realizan grandes migraciones.

Detalle de la cabeza de un Danaus plexippus nigrippus

En Lima, se encuentran dos especies del género Danaus, la Danaus plexippus nigrippus, para las zonas bajas, y la Danaus eresimus erginus, para las zonas altas en los Andes centrales.

La especie más común, se la confunde excepcionalmente con Danaus erippus, pese a que presenta diferencias bastante obvias en la coloración, D. erippus, presenta el margen posterior del ala anterior en vista dorsal anaranjado, mientras que D. plexippus, lo presenta negro.

1.- Danaus plexippus nigrippus (Haensch, 1909) "Monarca"

Danaus plexippus nigrippus macho

Adulto.- De tamaño considerable (unos 85mm de apertura alar)

Cuerpo enteramente negro, con el tórax cubierto de manchas blancas, metatórax enteramente negro, con muy pocas cerdas, abdomen negro, con dos bandas blanquecinas laterales, en el límite de los segmentos dorsales y ventrales.

Alas anteriores triangulares, con celda discal cerrada, dorsalmente con el ángulo anterior bastante redondeado, color negro, con tonalidades iridiscentes azuladas, extremo del ápice con una ligera tonalidad anaranjada, separada por bandas que resaltan las venas R4, R5, M1 y M2, celda discal y celdas entre M3, Cu1, Cu2 y 2A con un color anaranjado brillante, siempre con las venas coloreadas de negro, área  marginal distal negra, con dos pares de puntos blancos ordenados en línea entre cada vena, ápice con manchas blancas más grandes que el resto de la serie, tres manchas blancas en el margen costal, de las que se desprenden dos filas delimitando el ápice y subápice, ventralmente, los puntos blancos corresponden a los puntos blancos dorsales, ápice coloreado de amarillo pálido, celda discal, área media y submedial anaranjada. 

Alas posteriores redondeadas, con un pliegue en la vena 3A, celda discal cerrada, color predominantemente anaranjado, con las venas y margen resaltados en negro, área marginal negra, con dos pares de puntos blancos entre cada vena, margen anal amarillo pálido, pasando gradualmente a anaranjado, ventralmente mismo patrón, los puntos blancos correspondientes  a  los  puntos  dorsales,  color  general,  amarillento  con  las venas resaltadas en negro; los machos el color naranja es más intenso, las venas menos pigmentadas y la presencia de una mancha odorífera en la Cu2, las  hembras  presentan  una  tonalidad  más  amarillenta,  con  el  borde  y coloración de las venas más amplias, carecen de mancha odorífera (Fig. 2, 3, 6, 7, 8 y 9).

Planta hospedera de las larvas: Asclepias curssavica (observado).

Larva preservada en insuflado de Danaus plexippus nigrippus

    La coloración de las larvas se ve afectada por infecciones tales como bacteria Pseudomonas o virus como el de la Polydendrosis Nuclear, que ennegrecen las bandas blancas de la larva antes de morir, lo que causa confusión, asemejándose vagamente a las larvas de Danaus erippus.



2.- Danaus eresimus erginus (Godman & Salvin, 1897) "Monarca Andina"

Danaus eresimus erginus hembra

Adulto.- De tamaño moderado (unos 70mm de apertura alar)

Cuerpo, cabeza y tórax negro, con puntos blancos muy resaltantes,  una línea blanca muy fina en la línea media dorsal del tórax, abdomen predominantemente anaranjado, con una banda negra en la línea media.

Alas anteriores triangulares, ángulo apical menos agudo que en D. plexippus, color predominante anaranjado rojizo, sin las venas resaltadas en negro, con una banda negra delimitando el área apical y la post-media, delimitado por dos filas de manchas blancas, borde distal negro, con un par de puntos entre cada vena, siendo el más distal colocado en el área negra y el más  proximal en el área  naranja, torno del ala  anterior, ligeramente más amarillento que el resto del ala, así como una mancha más clara entre la vena Cu2 y 2A, ventralmente ápice marrón un tanto verdoso, delimitado con una banda negra en la zona post-medial que es de color ocre oscuro, con una mancha clara en la base de la celda entre la Cu1 y Cu2, puntos blancos en la misma posición que en el dorso de las alas anteriores pero con el borde marrón verdoso.

Alas posteriores redondeadas, color anaranjado rojizo en su porción basal, inclusive toda la celda discal y la porción basal de las celdas circundantes,  área  medial  y  post-medial  más  amarillenta y clara con una mancha más clara en el centro de cada celda entre las venas R3, M1, M2, M3 y Cu1, margen distal con una banda negra delgada, dos pares de puntos blancos en el extremo de cada celda a ambos lados de las venas, los puntos distales en el área negra los puntos proximales en el área anaranjada, ventral mente, con las venas resaltadas ligeramente en negro, predominantemente marrón, con una banda más clara en el área media, entre las venas R3 y Cu2, y otra entre la posición apical de la celda discal y sus dos celdas adyacentes, manchas blancas correspondientes a las dorsales, pero sin la banda negra del margen distal (Fig. 4, 5, 10, 11).

Planta hospedera de las larvas: Morrenia odorata, Funastrum clausum, Spigelia anthelmia (Galindo-Robledo et al., 2005) para Danaus eresimus.

REFERENCIAS

Guzmán, R.  2021. "El género Danaus (Klurk, 1780) (Nymphalidae: Danainae) en el valle del río Rímac", REBIOL, 41(2):221-232.